Effects of dietary concentrate level and chromium-methionine supplementation on ruminal fermentation， and ruminal bacterial and fatty acid composition in Tan lambs

doi:10.11686/cyxb2020522

Abstract

Abstract:

This study evaluated the effects of dietary concentrate level and chromium methionine（Cr-Met）supplementation on ruminal fermentation and fatty acid composition， and ruminal bacteria abundance in Tan lambs. Forty male Tan lambs ［（21.00±1.23） kg body weight， 5 months of age］ were randomly assigned to four treatment groups with 10 lambs in each treatment. The treatments were： a low-concentrate （LC） diet （concentrate∶forage， 35∶65） without Cr-Met supplementation； a high-concentrate （HC） diet （concentrate∶forage， 55∶45） without Cr-Met supplementation； groups fed the HC diet with 0.75 or 1.50 g·d^-1·lamb^-1 Cr-Met （HCM and HCH， respectively）. Ruminal fluid was collected on day 65 with an oral stomach tube about 3 h after the morning feed and samples used for fermentation analysis， fatty acid composition determination and bacterial DNA extraction. It was found that： 1） Ruminal pH， acetate proportion and acetate∶propionate were greater （P<0.05） with the LC diet whereas microbial crude protein， propionate and valerate proportions were greater （P<0.05） with the HC diet. The acetate∶propionate was greater （P<0.05） in the HCM group than in the HC group. 2） For the HC diet， the DNA abundances of Butyrivibrio fibrisolvens vaccenic acid subgroup（Butyrivibrio VA） and Ruminococcus flavefaciens were decreased （P<0.05）， compared with the LC diet， whereas the DNA abundance of Anaerovibrio lipolytica was increased （P<0.05）. For lambs fed the HC diet， DNA abundances of B. fibrisolvens stearic acid subgroup， Butyrivibrio VA， Butyrivibrio proteoclasticus，and A. lipolytica showed a linear decrease （P<0.05） with increasing Cr-Met supplementation level； However， the DNA abundance of R. flavefaciens showed a linear increase （P<0.05）. 3） Compared with the LC group， the concentrations of t11 C18：1， trans C18：1， c9t11 CLA， t10c12 CLA， C18：2n6， and C18：3n3 were decreased by the HC diet without Cr-Met supplementation whereas the concentration of C18：0 was increased. There was a linear increase in t11 C18：1 and trans C18：1 with increasing Cr-Met supplementation level in lambs fed the HC diet. The results suggest that the HC diet inhibited the growth of ruminal bacteria involved in the ruminal biohydrogenation process， and the addition of Cr-Met had a potentially positive effect on conjugated linoleic acid （CLA） synthesis in body tissue.

Key words: Tan sheep, concentrate level, chromium-methionine supplementation, ruminal bacteria abundance, fatty acids

Ya-dong JIN, Hai-xia ZHAO, Rui-qi GUI, Qing MA, Yu-xiang ZHOU. Effects of dietary concentrate level and chromium-methionine supplementation on ruminal fermentation， and ruminal bacterial and fatty acid composition in Tan lambs[J]. Acta Prataculturae Sinica, 2022, 31(2): 192-202.

Figures/Tables 5

References 45

1	Serra A， Mele M， La Comba F， et al. Conjugated linoleic acid （CLA） content of meat from three muscles of Massese suckling lambs slaughtered at different weights. Meat Science， 2009， 81（2）： 396-404.
2	Schmid A， Collomb M， Sieber R， et al. Conjugated linoleic acid in meat and meat products： A review. Meat Science， 2006， 73（1）： 29-41.
3	Gudla P， Abughazaleh A A， Ishlak A， et al. The effect of level of forage and oil supplement on biohydrogenation intermediates and bacteria in continuous cultures. Animal Feed Science and Technology， 2012， 171（2/3/4）： 108-116.
4	Fuentes M C， Calsamiglia S， Cardozo P W， et al. Effect of pH and level of concentrate in the diet on the production of biohydrogenation intermediates in a dual-flow continuous culture. Journal of Dairy Science， 2009， 92（9）： 4456-4466.
5	Majdoub-Mathlouthi L， Saïd B， Say A， et al. Effect of concentrate level and slaughter body weight on growth performances， carcass traits and meat quality of Barbarine lambs fed oat hay based diet. Meat Science， 2013， 93（3）： 557-563.
6	Fruet A P， Stefanello F S， Rosado Junior A G， et al. Whole grains in the finishing of culled ewes in pasture or feedlot： Performance， carcass characteristics and meat quality. Meat Science， 2016， 113： 97-103.
7	Wang Y， Xu L， Liu J， et al. A high grain diet dynamically dhifted the composition of mucosa-associated microbiota and induced mucosal injuries in the colon of cheep. Frontiers in Microbiology， 2017， 8： 2080.
8	Xu L， Wang Y， Liu J， et al. Morphological adaptation of sheep’s rumen epithelium to high-grain diet entails alteration in the expression of genes involved in cell cycle regulation， cell proliferation and apoptosis. Journal of Animal Science and Biotechnology， 2018， 9： 32.
9	Zhang J， Shi H， Wang Y， et al. Effect of dietary forage to foncentrate ratios on dynamic profile changes and interactions of ruminal microbiota and metabolites in holstein heifers. Frontiers in Microbiology， 2017， 8： 2206.
10	Plaizier J C， Li S， Danscher A M， et al. Changes in microbiota in rumen digesta and feces due to a grain-based subacute ruminal acidosis （SARA） challenge. Microbial Ecology， 2017， 74（2）： 485-495.
11	Tian Y Y， Gong L M， Xue J X， et al. Effects of graded levels of chromium methionine on performance， carcass traits， meat quality， fatty acid profiles of fat， tissue chromium concentrations， and antioxidant status in growing-finishing pigs. Biological Trace Element Research， 2015， 168（1）： 110-421.
12	Gaebel G， Martens H， Suendermann M， et al. The effect of diet， intraruminal pH and osmolarity on sodium， chloride and magnesium absorption from the temporarily isolated and washed reticulo‐rumen of sheep. Quarterly Journal of Experimental Physiology， 1987， 72： 501-511.
13	Lashkari S， Habibian M， Jensen S K. A review on the role of chromium supplementation in ruminant nutrition-effects on productive performance， blood metabolites， antioxidant status， and immunocompetence. Biological Trace Element Research， 2018， 186（2）： 305-321.
14	Dallago B S， Mcmanus C M， Caldeira D F， et al. Performance and ruminal protozoa in lambs with chromium supplementation. Research in Veterinary Science， 2011， 90（2）： 253-256.
15	Salamon R V， Vargáné-Visi É， András C D， et al. Synthetic methods to obtain conjugated linoleic acids （CLAs） by catalysis -A review. Acta Alimentaria， 2015， 44（2）： 229-234.
16	Prem K J， Tv R. Current knowledge on source and synthesis of conjugated linoleic acid （CLA）： A review. Advances in Biotechnology & Microbiology， 2017， 7（2）： 8.
17	Wang J Q， Lu D X， Yang H J， et al. Feeding standard of mutton sheep NY/T 816-2004. Beijing： China Agriculture Press， 2004.
	王加启，卢德勋，杨红建，等. 肉羊饲养标准NY/T 816-2004. 北京：中国农业出版社， 2004.
18	Wang J Q. Methods in ruminant nutrition research. Beijing： Modern Education Press， 2011.
	王加启. 反刍动物营养学研究方法. 北京：现代教育出版社， 2011.
19	Wu X D. Effects of flax seed cake instead of soybean meal on growth performance， blood biochemical indicators， rumen fermentation of sheep. Taiyuan： Shanxi Agricultural University， 2017.
	武晓东. 胡麻饼代替豆粕对肉羊生产性能、血液指标、瘤胃发酵性能的研究. 太原：山西农业大学， 2017.
20	Makkar H P S， Sharma O P， Dawra R K， et al. Simple determination of microbial protein in rumen liquor. Journal of Dairy Science， 1982， 65（11）： 2170-2173.
21	Stevenson D M， Weimer P J. Dominance of Prevotella and low abundance of classical ruminal bacterial species in the bovine rumen revealed by relative quantification real-time PCR. Applied Microbiology and Biotechnology， 2009， 83（5）： 987-998.
22	Zhang Y Y， Wang C， Liu Q， et al. Effects of different roughage to concentrate ratios on ruminal fermentation characteristics， nutrients digestion and metabolism of Jinnan cattle. Chinese Journal of Animal Nutrition， 2014， 26（8）： 2365-2372.
	张莹莹，王聪，刘强，等. 不同精粗比饲粮对晋南牛瘤胃发酵特性和养分消化代谢的影响. 动物营养学报， 2014， 26（8）： 2365-2372.
23	Polyorach S， Wanapat M， Cherdthong A. Influence of yeast fermented cassava chip protein （YEFECAP） and roughage to concentrate ratio on ruminal fermentation and microorganisms using in vitro gas production technique. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences， 2014， 27（1）： 36-45.
24	Wang C， Liu Q， Guo G， et al. Effects of concentrate- to- forage ratios and 2-methylbutyrate supplementation on ruminal fermentation， bacteria abundance and urinary excretion of purine derivatives in Chinese Simmental steers. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition， 2018， 102（4）： 901-909.
25	Kljak K， Pino F， Heinrichs A J. Effect of forage to concentrate ratio with sorghum silage as a source of forage on rumen fermentation， N balance， and purine derivative excretion in limit-fed dairy heifers. Journal of Dairy Science， 2017， 100（1）： 213-223.
26	Fuentes M C， Calsamiglia S， Fievez V， et al. Effect of pH on ruminal fermentation and biohydrogenation of diets rich in omega-3 or omega-6 fatty acids in continuous culture of ruminal fluid. Animal Feed Science and Technology， 2011， 169（1/2）： 35-45.
27	Ishlak A， Günal M， Abughazaleh A A. The effects of cinnamaldehyde， monensin and quebracho condensed tannin on rumen fermentation， biohydrogenation and bacteria in continuous culture system. Animal Feed Science and Technology， 2015， 207： 31-40.
28	Jenkins T C， Wallace R J， Moate P J， et al. Recent advances in biohydrogenation of unsaturated fatty acids within the rumen microbial ecosystem. Journal of Animal Science， 2008， 86（2）： 397-412.
29	Latham M J， Storry J E， Sharpe M E. Effect of low-roughage diets on the microflora and lipid metabolism in the rumen. Applied Microbiology， 1972， 24（6）： 871-877.
30	Paillard D， Mckain N， Rincon M T， et al. Quantification of ruminal Clostridium proteoclasticum by real-time PCR using a molecular beacon approach. Journal of Applied Microbiology， 2007， 103（4）： 1251-1261.
31	Hobson P N. Continuous culture of some anaerobic and facultatively anaerobic rumen bacteria. Journal of General Microbiology， 1965， 38（2）： 167-180.
32	Mackie R I， Gilchrist F M C， Robberts A M， et al. Mircobiological and chemical changes in the rumen during the stepwise adaptation of sheep to high-concentrate diets. Journal of Agricultural Science， 1978， 90： 241-254.
33	Tajima K， Aminov R I， Nagamine T， et al. Diet-dependent shifts in the bacterial population of the pumen pevealed with real-time PCR. Applied and Environmental Microbiology， 2001， 67（6）： 2766-2774.
34	Verhulst A， Janssen G， Parmentier G， et al. Isomerization of polyunsaturated long chain fatty acids by propionibacteria. Systematic and Applied Microbiology， 1987， 9（1/2）： 12-15.
35	Troegeler-Meynadier A， Palagiano C， Enjalbert F. Effects of pH and fermentative substrate on ruminal metabolism of fatty acids during short-term in vitro incubation. Journal of Animal Physiology Animal Nutrition， 2013， 98（4）： 704-713.
36	Prins R A， Lankhorst A， Meer P V D， et al. Some characteristics of anaerovibrio lipolytica a rumen lipolytic organism. Antonie van Leeuwenhoek， 1975， 41： 1-11.
37	Kalscheur K F， Teter B B， Piperova L S， et al. Effect of dietary forage concentration and buffer addition on duodenal flow of trans-C18：1 fatty acids and milk fat production in dairy cows. Journal of Dairy science， 1997， 80（9）： 2104-2114.
38	Wallace J R， Chaudhary L C， Mckain N， et al. Clostridium proteoclasticum： A ruminal bacterium that forms stearic acid from linoleic acid. FEMS Microbiology Letters， 2006， 265（2）： 195-201.
39	Mckain N， Shingfield K J， Wallace R J. Metabolism of conjugated linoleic acids and 18：1 fatty acids by ruminal bacteria： Products and mechanisms. Microbiology， 2010， 156（2）： 579-588.
40	Abughazaleh A， Jacobson B N. Production of trans C18：1 and conjugated linoleic acid in continuous culture fermenters fed diets containing fish oil and sunflower oil with decreasing levels of forage. Animal， 2007， 1（5）： 660-665.
41	Maczulak A E， Dehority B A， Palmquist D L. Effects of long-chain fatty acids on growth of rumen bacteria. Applied and Environmental Microbiology， 1981， 42（5）： 856-862.
42	Wallace R J， Mckain N， Shingfield K J， et al. Isomers of conjugated linoleic acids are synthesized via different mechanisms in ruminal digesta and bacteria. Journal of Lipid Research， 2007， 48（10）： 2247-2254.
43	Kim Y J， Liu R H， Rychlik J L， et al. The enrichment of a ruminal bacterium （Megasphaera elsdenii YJ-4） that produces the trans-10， cis-12 isomer of conjugated linoleic acid. Journal of Applied Microbiology， 2002， 92（5）： 976-982.
44	Klieve A V， Hennessy D， Ouwerkerk D， et al. Establishing populations of Megasphaera elsdenii YE 34 and Butyrivibrio fibrisolvens YE 44 in the rumen of cattle fed high grain diets. Journal of Applied Microbiology， 2003， 95（3）： 621-630.
45	Maia M R， Chaudhary L C， Figueres L， et al. Metabolism of polyunsaturated fatty acids and their toxicity to the microflora of the rumen. Antonie van Leeuwenhoek， 2007， 91（4）： 303-314.

项目 Items	含量 Content
项目 Items	LC^a	HC^a
原料组成Ingredient composition
青贮玉米 Maize silage （%）	33.00	15.00
苜蓿干草 Alfalfa hay （15% CP）	32.00	30.00
玉米 Corn grain （%）	11.24	29.74
豆粕 Soybean meal （43% CP）	14.00	14.50
麦麸 Wheat bran （%）	5.00	6.00
食盐NaCl （%）	0.76	0.76
预混料^b Mineral and vitamin premix （%）	4.00	4.00
营养水平 Nutrient levels
代谢能Metabolizable energy （ME^c， MJ·kg^-1）	8.70	9.40
粗蛋白 Crude protein （CP，%）	14.50	14.50
钙 Calcium （Ca，%）	0.44	0.39
磷 Phosphorus （P，%）	0.26	0.28
中性洗涤纤维 Neutral detergent fiber （NDF，%）	37.91	29.45
酸性洗涤纤维 Acid detergent fiber （ADF，%）	25.06	19.20
铬 Chromium（Cr， mg·kg^-1 DM）	0.28	0.24

项目 Items	含量 Content
项目 Items	LC^a	HC^a
原料组成Ingredient composition
青贮玉米 Maize silage （%）	33.00	15.00
苜蓿干草 Alfalfa hay （15% CP）	32.00	30.00
玉米 Corn grain （%）	11.24	29.74
豆粕 Soybean meal （43% CP）	14.00	14.50
麦麸 Wheat bran （%）	5.00	6.00
食盐NaCl （%）	0.76	0.76
预混料^b Mineral and vitamin premix （%）	4.00	4.00
营养水平 Nutrient levels
代谢能Metabolizable energy （ME^c， MJ·kg^-1）	8.70	9.40
粗蛋白 Crude protein （CP，%）	14.50	14.50
钙 Calcium （Ca，%）	0.44	0.39
磷 Phosphorus （P，%）	0.26	0.28
中性洗涤纤维 Neutral detergent fiber （NDF，%）	37.91	29.45
酸性洗涤纤维 Acid detergent fiber （ADF，%）	25.06	19.20
铬 Chromium（Cr， mg·kg^-1 DM）	0.28	0.24

基因名称Gene name	上下游引物序列 Primers sequence （5'-3'）	大小Size （bp）	来源Source
总菌General bacteria	F-AGAGTTTGATCCTGGCTCAGGA T-TGCTGCCTCCCGTAGGAGT	-	［4］
硬脂酸溶纤维丁酸弧菌Butyrivibrio SA	F-TGAAAAACTCCGGTGGTATGAGAT R-CCGTGTCTCAGTCCCAATGTG	126	［4］
反式油酸溶纤维丁酸弧菌Butyrivibrio VA	F-TGCATTGGAAACTGTAGAACTAGAGTGT R-GCGTCAGTAATCGTCCAGTAAGC	124	［4］
白色瘤胃球菌R. albus	F-GTTTTAGGATTGTAAACCTCTGTCTT R-CCTAATATCTACGCATTTCACCGC	270	［3］
黄色瘤胃球菌R. flavefaciens	F-GATGCCGCGTGGAGGAAGAAG R-CATTTCACCGCTACACCAGGAA	286	［3］
蛋白溶解梭菌B. proteoclasticus	F-TCCTAGTGTAGCGGTGAAATG R-TTAGCGACGGCACTGAATGCCTAT	188	［3］
解脂厌氧弧杆菌Anaerovibrio lipolytica	F-TTGGGTGTTAGAAATGGATTCTAGTG R-TCGAAATGTTGTCCCCATCTG	82	［4］
埃式巨型球菌M. elsdenii	F-AGATGGGGACAACAGCTGGA T-CGAAAGCTCCGAAGAGCCT	102	［21］

基因名称Gene name	上下游引物序列 Primers sequence （5'-3'）	大小Size （bp）	来源Source
总菌General bacteria	F-AGAGTTTGATCCTGGCTCAGGA T-TGCTGCCTCCCGTAGGAGT	-	［4］
硬脂酸溶纤维丁酸弧菌Butyrivibrio SA	F-TGAAAAACTCCGGTGGTATGAGAT R-CCGTGTCTCAGTCCCAATGTG	126	［4］
反式油酸溶纤维丁酸弧菌Butyrivibrio VA	F-TGCATTGGAAACTGTAGAACTAGAGTGT R-GCGTCAGTAATCGTCCAGTAAGC	124	［4］
白色瘤胃球菌R. albus	F-GTTTTAGGATTGTAAACCTCTGTCTT R-CCTAATATCTACGCATTTCACCGC	270	［3］
黄色瘤胃球菌R. flavefaciens	F-GATGCCGCGTGGAGGAAGAAG R-CATTTCACCGCTACACCAGGAA	286	［3］
蛋白溶解梭菌B. proteoclasticus	F-TCCTAGTGTAGCGGTGAAATG R-TTAGCGACGGCACTGAATGCCTAT	188	［3］
解脂厌氧弧杆菌Anaerovibrio lipolytica	F-TTGGGTGTTAGAAATGGATTCTAGTG R-TCGAAATGTTGTCCCCATCTG	82	［4］
埃式巨型球菌M. elsdenii	F-AGATGGGGACAACAGCTGGA T-CGAAAGCTCCGAAGAGCCT	102	［21］

项目 Items	LC	HC	HCM	HCH	SEM	P
项目 Items	LC	HC	HCM	HCH	SEM	ANOVA	LC vs HC	L	Q
pH	6.86a	6.46b	6.47b	6.35b	0.06	0.0013	0.0003	0.9576	1.0000
氨态氮NH₃-N （mmol·L^-1）	12.15	13.69	14.84	12.02	0.77	0.5429	0.8224	0.4448	0.2999
微生物蛋白MCP （μg·L^-1）	376.50b	437.02a	385.08ab	411.66ab	18.69	0.6343	0.0119	0.5880	0.4339
总挥发性脂肪酸Total volatile fatty acids （TVFA， mmol·L^-1）	112.38	123.16	121.11	110.59	3.55	0.5423	0.1578	0.2851	0.6711
挥发性脂肪酸 Volatile fatty acids （VFA）
乙酸Acetate （%）	68.88a	61.06b	63.91b	61.09b	0.91	0.0007	0.0011	0.9847	0.1143
丙酸Propionate （%）	17.91b	24.51a	19.99ab	24.08a	0.99	0.0327	0.0012	0.8753	0.0891
丁酸 Butyrate （%）	10.69	11.59	13.57	11.98	0.45	0.1390	0.2493	0.7690	0.1376
异丁酸 Isobutyrate （%）	0.80	0.75	0.69	0.77	0.03	0.7451	0.5461	0.8995	0.4787
戊酸 Valerate （%）	0.90b	1.20a	1.05a	1.14a	0.04	0.0593	0.0115	0.5849	0.2258
异戊酸 Isovalerate （%）	0.82	0.88	0.78	0.94	0.06	0.8175	0.5773	0.7934	0.4743
乙酸/丙酸 Acetate∶propionate	3.85a	2.53c	3.26ab	2.69bc	0.16	0.0037	0.0002	0.6751	0.0671